当我们试图窥探细胞内部的生命律动——囊泡在细胞质中穿梭的毫秒级轨迹，神经末梢释放递质的瞬间脉冲，或是半导体晶片表面纳米级沟壑的细微起伏，传统显微镜技术往往显得力不从心。
激光扫描共聚焦显微镜（LSCM）虽能勾勒高分辨率的静态图像，却困于串行点扫描的慢节奏，单帧图像采集需0.5至2秒，既抓不住转瞬即逝的动态，高强度激光还会灼伤脆弱的活细胞。
正是这样的技术困境，推动了一场“并行扫描” 的革命——转盘共聚焦显微镜（SDCM）应运而生。它以百年演进的Nipkow 盘为核心，用数千束平行光束同时捕捉样品，将成像速度提升100至1000倍，在快与准、亮与柔之间找到平衡，成为当今活细胞动态观测与高反射材料检测的利器。
1 活细胞成像的三重挑战与 LSCM 的局限
生命科学对动态观测的需求，早已超越了拍一张清晰快照的阶段。要揭示活细胞中分子互作、信号传导的细节，成像技术必须满足三个核心条件：毫秒级时间分辨率，以追踪快速生物事件；低光漂移损伤，避免荧光蛋白或染料被强光破坏；高对比度成像，滤除失焦区域的杂光干扰。而曾作为主流的 LSCM，却在这三方面遭遇瓶颈。
LSCM 的成像逻辑是逐点扫描：一对振镜驱动激光束，沿水平（快轴）和垂直（慢轴）方向逐像素掠过样品，再通过针孔过滤失焦光，最终由光电倍增管串行接收信号。这种方式的先天缺陷十分明显：速度慢，每像素停留仅1微秒，一幅 512×512 像素的图像需 0.5 至 2 秒才能完成，根本无法捕捉神经递质释放、钙离子波动等毫秒级事件；信噪比矛盾突出，若通过共振扫描将速度提升 10 倍，超短的像素停留时间会导致光子收集不足，图像噪声剧增；光损伤风险高，为在短时间内激发可检测的荧光，LSCM 需向样品施加50至80微瓦的照明功率，聚焦区域的荧光团极易被灼伤，长期成像更是无从谈起。
正是这些局限，让科研人员将目光投向 “并行扫描”—— 用多束光同时照亮样品的不同区域，从根本上突破速度与损伤的双重枷锁。而这一思路的实现，离不开 Nipkow 盘技术的百年演进。
2 Nipkow 盘的三次革新与平行扫描机制
转盘共聚焦的技术核心，是一块不停旋转的多孔圆盘——Nipkow盘。它的故事始于 1884 年，却在一个多世纪后才真正绽放光芒，三次关键革新让它从电视信号工具蜕变为显微镜核心部件。
1884 年，德国发明家 Paul Nipkow 设计出第一块 Nipkow 盘，初衷并非为了显微镜，而是解决图像的远距离传输。这块圆盘上刻有阿基米德螺旋排列的小方块，分为发射端与接收端：旋转时，单一个方块将图像分解为线性模拟信号，经硒探测器转化为电流，再通过另一端的圆盘还原成图像。但这种设计透光率极低 —— 始终只有一个小孔在传输光线，且机械结构复杂，随着电视技术转向电子扫描，它很快被遗忘在历史的角落。
转机出现在1967年，David Egger与Mojmír Petráň对原始设计进行了颠覆性重构，推出专为反射光共聚焦成像打造的Petráň盘。他们将针孔设计成嵌套的阿基米德螺旋群，每旋转一次，约1000个针孔组成的子区域同时照亮样品；更关键的是，圆盘两侧设置了共轭针孔，激发光经一侧针孔到达样品，反射光则经另一侧针孔进入探测器，实现了照明与检测的同步。
图1 Nipkow和Petráň的结构示意图
这一改进让透光率比原始Nipkow盘提升了数百倍，首次让转盘共聚焦具备了实用价值，不过，其复杂的光学与机械结构仍会导致图像出现扫描线伪影，限制了应用范围。
真正让转盘共聚焦走向普及的，是20世纪 80 年代 Gordon Kino与Jeff Lichtman的单面单盘设计。他们放弃了双端针孔的复杂结构，改用一块覆有抛光黑铬涂层的石英盘，在涂层上蚀刻针孔——同一组针孔既负责照明，又承担检测功能，大幅简化了光学系统。
为解决杂光问题，圆盘被轻微倾斜，激发光经光轴反射后被光束挡块拦截；同时，样品发射的圆偏振光需先经过四分之一波片，再通过相机前的分析器，彻底滤除圆盘表面反射的强光，让微弱的荧光信号清晰呈现。至此，扫描线伪影消失，转盘共聚焦终于成为实验室中稳定可靠的成像工具。
图2 Petráň旋转盘和单面旋转盘共聚焦显微镜结构示意图
这种设计的核心优势，在于平行扫描对串行扫描的超越。LSCM 是逐点构建图像，如同用一支笔慢慢描绘；而转盘共聚焦则是同时多点成像，好比用一把刷子快速涂抹 ——Nipkow 盘上的数千个针孔形成光束阵列，每旋转一圈就能完成一次全视场扫描，成像速度自然呈指数级提升。
以横河电机的CSU-X1为例，其圆盘最高转速达10000转/分钟，每秒可捕捉 2000 帧图像，是LSCM 的100至1000倍。
图3 横河电机公司CSU-X1旋转盘共聚焦扫描装置的剖面图
3 从盘的设计到系统集成
转盘共聚焦的性能，不仅取决于 Nipkow 盘的设计，还与整个系统的集成度密切相关。不同类型的圆盘与设备，针对生物荧光成像和工业检测形成了差异化方案，各自在透光率、分辨率与实用性之间寻找最优解。
（一）两种核心圆盘：针孔盘与狭缝盘的权衡
圆盘的设计直接决定了透光率与分辨率的平衡。目前主流的圆盘分为两类：针孔盘与狭缝盘。
针孔盘是最传统的设计，针孔直径通常在50至70微米之间，适配40至100 倍的高倍率物镜（数值孔径1.2至1.49）。其优势是轴向分辨率高——在 EGFP（发射波长 510nm）成像中，1.2NA 水浸物镜下的轴向分辨率可达 452nm，但透光率较低，按公式TPinhole=(D/S)²×100% 计算（D 为针孔直径，S 为针孔间距），当 D=50μm、S=250μm 时，透光率仅为 4%，弱荧光样品需延长曝光时间才能获得清晰信号。
狭缝盘则用30至40微米宽的狭缝替代针孔，狭缝呈线性阵列或螺旋排列。它的优势是透光率高，按公式TSlit=(D/S)×100% 计算，相同D与S条件下，透光率可达20%，是针孔盘的5倍，能快速捕捉弱信号；但代价是轴向分辨率下降，同样条件下轴向分辨率约为 640nm，且沿狭缝长轴的横向分辨率会降低 1.2 至 1.4 倍。
（二）从通用到高端的差异化选择
如今的商用转盘共聚焦设备，已形成覆盖不同需求的产品矩阵，其中三款代表性设备尤为突出。
横河电机的 CSU-X1 是当前技术最先进的转盘共聚焦系统，其核心创新是双盘协同设计：
上层为菲涅尔微透镜盘，将入射光聚焦到下层的 Nipkow 针孔盘上，使透光率从传统针孔盘的 4% 至 8% 跃升至 40% 至 60%，彻底解决了弱荧光样品的光量不足问题；
下层Nipkow 盘直径55mm，含20000个50μm针孔，以嵌套螺旋排列，每旋转30度就能完成一次扫描，360度旋转可生成 12 帧图像，配合10000转/分钟的转速，实现每秒 2000 帧的超快成像。
此外，CSU-X1 还配备双滤光轮与双相机端口，支持双色成像无时间延迟；动态平衡机制则避免了高速旋转时的振动伪影，确保图像稳定。
图4 横河电机 CSU-X1 旋转盘共聚焦扫描装置光学配置示意图
图5 横河电机圆盘结构示意图
CARV系统则是兼顾实用性与速度的通用方案，它采用70μm 针孔的 Nipkow 盘，针孔间距250μm，透光率约 8%，最高成像速率1000帧/秒。其独特优势是集成了双目观察管，科研人员可直接通过目镜观察样品，适合教学与常规活细胞成像，无需依赖相机即可初步判断成像效果。
奥林巴斯的圆盘扫描装置（DSU）则主打灵活性，采用可更换的狭缝盘，狭缝宽度13至38μm，填充系数 5% 至 10%，可根据物镜倍率（10× 至 100×）灵活匹配，适配从低倍全景观察到高倍细节成像的不同需求。不过，DSU 无法直接观察样品，且需依赖电弧放电光源（如金属卤化物灯），不支持激光照明。
图6 两款生物成像专用商用旋转盘扫描装置剖面图
4 帧率、分辨率与透光率的核心参数
评价转盘共聚焦的性能，需聚焦三个关键指标：时间分辨率（帧率）、空间分辨率（横向 / 轴向）与光传输效率（透光率），这些参数直接决定了它能看多快、看多清、看多暗。
（一）时间分辨率：从常规观测到超快动态的覆盖
转盘共聚焦的帧率覆盖范围极广，可满足不同场景需求：常规活细胞观测（如细胞迁移）通常采用每秒30帧的速率，与视频帧率相当，既能捕捉动态，又能避免数据量过大；而对于钙离子波动、膜电位变化等毫秒级事件，横河 CSU-X1的2000 帧/秒速率可清晰记录每一个瞬间。不过，实际帧率并非仅由盘速决定，探测器的曝光时间是关键—— 弱荧光样品需 100 毫秒曝光（对应 10 帧 / 秒），而 EMCCD 的单光子敏感性可将曝光时间缩短至 150 微秒，让超快成像成为可能。
图7 转盘共聚焦显微镜中不同步图像采集示意图
（二）空间分辨率：横向与 LSCM 相当，轴向略低的平衡
转盘共聚焦的横向分辨率与 LSCM 完全一致，均遵循阿贝方程（rAiry=0.61×λEx/NAObj）。以 EGFP（激发波长 490nm）成像为例，40×水浸物镜（NA=1.2）的横向分辨率约 249nm，100× 油浸物镜（NA=1.49）的横向分辨率约 201nm，足以分辨细胞内的细胞器与分子复合物。
轴向分辨率则受针孔串扰影响更大。对于针孔盘系统，在1.2NA 水浸物镜、EGFP发射波长（510nm）下，轴向分辨率约452nm；狭缝盘系统则约为 640nm，比LSCM（约 300nm）略低。不过，通过增大针孔间距（如 250μm），可增强背景抑制能力，在薄样品（<1μm）成像中，轴向分辨率可接近 LSCM 水平。
图8 宽视场、激光扫描共聚焦（LSCM）和旋转盘共聚焦（SDCM）显微镜的背景抑制（图 4（a））和分辨率（图 4（b）至 4（d））的比较图
图9 针孔 / 狭缝尺寸不匹配时的光传输与成像效果示意图
（三）透光率：决定弱信号成像能力的关键
透光率直接影响弱荧光样品的成像效果。传统针孔盘的透光率仅4%至8%，意味着大部分激发光被圆盘吸收或反射，只有少量到达样品；狭缝盘的透光率提升至20%，可快速收集信号；而横河CSU-X1的微透镜盘设计，将针孔盘的透光率提升至40%至60%，即使是低表达荧光蛋白的活细胞，也能在低激发强度下获得清晰图像，大幅减少光漂白。
5 EMCCD探测器：点亮弱荧光世界
转盘共聚焦的眼睛—— 探测器，直接决定了它能看到多暗的信号。在弱荧光活细胞成像中，EMCCD（电子倍增 CCD）凭借超高量子效率与超低噪声，成为无可替代的选择，其性能远超传统 CCD 与图像增强器。
传统冷却 CCD 的量子效率约 50% 至 65%，噪声水平为每像素5至15个电子，对于高荧光强度的样品（如染色固定的细胞）成像效果优异，但面对低表达荧光蛋白的活细胞，弱信号会被噪声淹没，需延长曝光时间或提高激发强度，前者降低成像速度，后者导致光损伤。
图像增强器虽能实现快速门控，但其量子效率仅10%至25%，且光电阴极易被强光永久损坏，像素绽放（强光信号溢出到相邻像素）问题也十分突出，如今已逐渐被淘汰。
EMCCD 的出现彻底改变了弱荧光成像的局面。它在像素阵列与读出放大器之间增加了增益寄存器，通过施加高电压，使单个电子在传输过程中被放大 1000 倍以上，即使是单光子信号，也能清晰高于噪声底线；同时，多级 Peltier 冷却将芯片温度降至 - 100℃，大幅降低暗电流（曝光期间泄漏到像素的电荷），仅保留微弱的时钟诱导电荷（CIC）作为主要噪声源。
搭配横河 CSU-X1 的高透光率，EMCCD 可将 EGFP 样品的曝光时间缩短至 150 毫秒，实现数小时的长期动态观测而无明显光漂白 —— 这对于研究细胞分裂、胚胎发育等长时间过程至关重要。
图 11 不同探测器在各波长下的量子效率对比图
6 优势与局限
转盘共聚焦并非万能，它的优势与局限均源于平行扫描的核心机制，科研人员需根据具体需求理性选择。
其核心优势集中在 “快” 与 “柔”：速度快，最高 2000 帧 / 秒的速率可捕捉从细胞迁移到离子波动的全时间尺度动态；光损伤低，低激发强度 + 高量子效率探测器的组合，光漂白率比 LSCM 降低 50% 以上，适合长期延时成像；光源灵活，无需依赖昂贵的激光，可使用汞灯、氙灯等宽带光源，降低设备成本；弱信号适配能力强，EMCCD 与微透镜盘的组合，可成像低表达荧光蛋白甚至单分子标记的样品。
但它也存在不可忽视的局限：针孔串扰问题，厚样品（>1μm）中，失焦区域的光易通过相邻针孔到达探测器，导致背景升高，轴向分辨率下降；传统圆盘透光率仍有限，4% 至 8% 的透光率让弱样品需长曝光，抵消部分速度优势；功能局限，无法选择性照明感兴趣区域，不支持光漂白、光活化等需要局部高功率激发的实验；轴向分辨率略低，同物镜下比 LSCM 低 30% 至 50%，厚组织成像需结合图像去卷积算法优化。
图10 相邻针孔光污染导致轴向分辨率下降示意图
7 从实验室到工业界的拓展
如今，转盘共聚焦已在生物医学与工业检测两大领域站稳脚跟，成为不可或缺的观测工具；而随着技术的持续革新，它的应用边界还在不断拓展。
在生物医学领域，它是活细胞动态观测的主力：从囊泡在神经元轴突中的运输轨迹，到免疫细胞与细菌的攻防大战，再到胚胎发育过程中细胞的分化与迁移，转盘共聚焦能在不损伤细胞的前提下，记录下每一个关键瞬间。尤其对于荧光蛋白标记的活体细胞，它可实现数小时的连续成像，为研究细胞周期、信号通路等长期过程提供了可能。
在工业检测领域，它则是高反射样品的质检员：半导体晶片表面的纳米级沟壑、抛光金属的微观缺陷，都能通过转盘共聚焦清晰呈现。通过配备高色差物镜，不同波长的光可聚焦于不同平面，以颜色编码样品的高度特征 —— 例如，半导体晶片上的电路组件，会以与其轴向位置匹配的颜色显示，帮助工程师快速定位缺陷。
展望未来，转盘共聚焦的发展将围绕三个方向展开：
探测器革新，CMOS 探测器凭借更高的读出速度（>1000 帧/秒）与更低的噪声（<1 电子/像素），将逐步替代 CCD，进一步提升弱荧光样品的成像速率；技术融合，线扫描技术（沿双轴扫描线状激发光）作为 Nipkow 盘的补充，可在保持高时间分辨率的同时改善轴向分辨率，目前已有商用原型机进入现场测试阶段；盘设计优化，新型自适应针孔盘可根据样品厚度动态调整针孔间距，减少串扰；纳米结构针孔（<50nm）则有望进一步提升空间分辨率，适配超分辨成像需求。
从1884年 Nipkow 盘的诞生，到如今横河 CSU-X1 的超快成像，转盘共聚焦显微镜技术走过了一条从被遗忘到核心工具的逆袭之路。它以平行扫描打破了速度的枷锁，以低光损伤守护了生命的活性，更以灵活的设计适配了从实验室到工业界的多元需求。未来，随着技术的不断迭代，它必将成为更敏锐的生命观察者，帮助我们揭开更多微观世界的奥秘。
参考资料Introduction to Spinning Disk Microscopy
